Mikroskopie: Molekülbewegungen in lebenden Zellen sehen

25.07.2013

Forscher am Karlsruher Institut für Technologie haben die Raster-Bild-Korrelationsspektroskopie (RICS) mit der STED-Fluoreszenzmikroskopie kombiniert. Damit können schnelle Molekülbewegungen in lebenden Proben erfasst werden.

Wie bewegen sich einzelne Biomoleküle in lebenden Zellen, Geweben oder ganzen Organismen? Wie wirken die Biomoleküle zusammen? Die Fragen sind wesentlich, um Lebensprozesse auf molekularer Ebene besser zu verstehen. Die STED-Fluoreszenzmikroskopie ermöglicht es, Bewegungen und Wechselwirkungen von Biomolekülen in lebenden Proben räumlich und zeitlich aufgelöst zu verfolgen. Dazu werden die zu untersuchenden Strukturen mithilfe von Fluoreszenzfarbstoffen selektiv markiert; die zeitlichen Veränderungen lassen sich anschließend in Videos beobachten. Allerdings ist die Bildfolge recht langsam, sodass sich schnelle Molekülbewegungen nicht direkt erfassen lassen. Eine Gruppe von Forschern des Karlsruher Instituts für Technologie (KIT) um Prof. Gerd Ulrich Nienhaus vom Institut für Angewandte Physik (APH) und vom Center for Functional Nanostructures (CFN) stellt nun eine neue Methode vor, um solche schnellen Molekülbewegungen in lebenden Proben zu messen.

Die neue Methode kombiniert zwei Verfahren der Mikroskopie: Mit einem konfokalen Rastermikroskop werden Fluoreszenzbilder Punkt für Punkt in festen Zeitabständen aufeinanderfolgend aufgenommen; die Bilder enthalten also eine implizite Zeitstruktur. Diese Information lässt sich mithilfe der Raster-Bild-Korrelationsspektroskopie (raster image correlation spectroscopy, RICS) nutzen, um die Dynamik von Biomolekülen, beispielsweise Proteinen, in lebenden Zell- oder Gewebeproben zu bestimmen. Allerdings sind die Proteinkonzentrationen häufig zu hoch, um RICS mit konventioneller Mikroskopie anzuwenden. Die KIT-Forscher haben daher die RICS-Methode mit der STED-Mikroskopie (stimulated emission depletion microscopy) kombiniert. STED ermöglicht es, den zum Abrastern des Fluoreszenzbilds verwendeten Lichtpunkt erheblich zu verkleinern. Bei der Bildgebung an Zellen wurde dieses Verfahren bereits erfolgreich eingesetzt, um die höchstmögliche Auflösung zu erzielen. Bei einem STED-Mikroskop handelt es sich um ein Fluoreszenzmikroskop, dessen Auflösung nicht durch das Abbe-Limit begrenzt ist.

Durch die Kombination der Raster-Bild-Korrelationsspektroskopie mit der STED-Mikroskopie haben die KIT-Forscher es nun ermöglicht, die Moleküldynamik innerhalb von biologischen Strukturen aus den gewonnenen Rasterbildern zu quantifizieren. „Das heißt, mit der STED-RICS-Methode lässt sich aus jedem Fluoreszenzbild eine hochaufgelöste Karte der Anzahl und Beweglichkeit der fluoreszenzmarkierten Moleküle innerhalb des vom Abtastpunkt erfassten Raumgebiets erstellen“, erklärt Nienhaus.

Die STED-RICS-Methode eröffnet neue Messmöglichkeiten in den Lebenswissenschaften. Ein wichtiges Anwendungsfeld ist die Erforschung der Dynamik von Zellmembranen. In die Membranen ist eine Vielzahl von Rezeptorproteinen eingebettet, die durch Wechselwirkung mit von außen andockenden Ligandenmolekülen externe Signale ins Zellinnere weiterleiten. Mit STED-RICS können Forscher nun Bewegungen sowohl der Lipide als auch der Rezeptoren präzise und quantitativ bestimmen. Das Verständnis dieser Prozesse ist für die medizinische und pharmazeutische Forschung äußerst wichtig: Viele pharmazeutische Wirkstoffe basieren auf der Beeinflussung dieser Wechselwirkungen. „Etwa jedes zweite Medikament beeinflusst beispielsweise die Signaltransduktion von G-Protein-gekoppelten Rezeptoren, einer wichtigen Subklasse“, erklärt Prof. Nienhaus.

COMPAMED.de; Quelle: Karlsruher Institut für Technologie